Інформація призначена тільки для фахівців сфери охорони здоров'я, осіб,
які мають вищу або середню спеціальну медичну освіту.

Підтвердіть, що Ви є фахівцем у сфері охорони здоров'я.

Мобильная версия

Регистрация Забыли пароль?

Журнал «Здоровье ребенка» Том 15, №3, 2020

Вернуться к номеру

Протеазы, деградирующие биопленочный матрикс

Протеазы, деградирующие биопленочный матрикс

Авторы: Абатуров А.Е.
ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина

Рубрики: Педиатрия/Неонатология

Разделы: Справочник специалиста

Версия для печати


Резюме

Біоплівки захищають бактерії від діючих антибактеріальних препаратів і застосовують один із механізмів антибіотикорезистентності інфектів. Деструкція матриксу бактеріальної біоплівки призводить до вивільнення бактерій, і вони знову стають уразливими до антибактеріальних засобів. У деградації різних компонентів екстрацелюлярного матриксу біоплівок беруть участь різні ферменти: протеази, глікозидази, дезоксирибонуклеази, що секретуються бактеріями та клітинами макроорганізму. Численні бактеріальні протеази та протеази тваринного походження дозволяють диспергувати біоплівки. Протеази поділяються на дві основні групи: екзо- та ендопептидази. У диспергуванні біоплівки беруть участь екзопептидази. Бактеріальні протеази виконують дві основні функції: по-перше, вони беруть участь у забезпеченні мікроорганізму пептидними поживними речовинами і, по-друге, сприяють розвитку інфекційного процесу. Бактерії кожної родини продукують декілька протеаз, активність яких спрямована проти різних таргетних молекул. Такі бактеріальні протеази, як авреолізин, стафопаїни A і B, стрептококова цистеїнова протеаза, серинова протеаза V8, протеази Spl, лізостафін, протеази Lasb, Lapg, сератіопептидаза, протеїназа К, субтилізин і субтилізин-подібні ферменти, які беруть участь у розщеплюванні матриксу біоплівки, сприяють вивільненню патогенних бактерій, що обумовлює підвищення ефективності антибактеріальної терапії і знижує ризик несприятливого перебігу тяжких бактеріальних інфекцій. Сьогодні показано, що застосування рекомбінантних форм лізостафіну, сератіопептидази, протеїнази К супроводжується зниженням маси біоплівки або повною її деградацією та сприяє саногенезу інфекційних захворювань. Незважаючи на те, що більшість ідентифікованих протеаз з антибіоплівковою активністю сьогодні перебувають у фазі експериментального дослідження, не залишається сумнівів, що лікарські засоби, розроблені на їх основі, стануть препаратами, що будуть використовуватися при лікуванні захворювань, викликаних антибіотикорезистентними інфектами.

Биопленки защищают бактерии от действия антибактериальных препаратов и являются одним из механизмов антибиотикорезистентности инфектов. Деструкция матрикса бактериальной биопленки приводит к высвобождению бактерий, и они вновь становятся уязвимыми для антибактериальных средств. В деградации различных компонентов экстрацеллюлярного матрикса биопленок участвуют различные ферменты: протеазы, гликозидазы, дезоксирибонуклеазы, которые секретируются бактериями и клетками макроорганизма. Многочисленные бактериальные протеазы и протеазы животного происхождения способствуют диспергированию биопленки. Протеазы делятся на две основные группы: экзо- и эндопептидазы. В диспергировании биопленки участвуют экзопептидазы. Бактериальные протеазы выполняют две основные функции: во-первых, они участвуют в обеспечении микроорганизма пептидными питательными веществами и, во-вторых, способствуют развитию инфекционного процесса. Бактерии каждого семейства продуцируют несколько протеаз, активность которых направлена против различных таргетных молекул. Такие бактериальные протеазы, как ауреолизин, стафопаины A и B, стрептококковая цистеиновая протеаза, сериновая протеаза V8, протеазы Spl, лизостафин, протеазы Lasb, Lapg, серратиопептидаза, протеиназа К, субтилизин и субтилизин-подобные ферменты, которые участвуют в расщеплении матрикса биопленок, способствуют высвобождению патогенных бактерий, что обусловливает повышение эффективности антибактериальной терапии и снижает риск неблагоприятного течения тяжелых бактериальных инфекций. В настоящее время показано, что применение рекомбинантных форм лизостафина, серратиопептидазы, протеиназы К сопровождается снижением массы биопленки или полной ее деградацией и способствует саногенезу инфекционных болезней. Несмотря на то, что большинство идентифицированных протеаз с антибиопленочной активностью в настоящее время находятся в фазе экспериментального изучения, не остается сомнений, что лекарственные средства, разработанные на их основе, станут препаратами, которые будут использоваться при лечении заболеваний, вызванных антибиотикорезистентными инфектами.

Biofilms protect bacteria from the action of antibacterial drugs and are one of the mechanisms of antibiotic resistance of infections. Destruction of the bacterial biofilm matrix leads to the release of bacteria and they again become vulnerable to antibacterial agents. Various enzymes are involved in the degradation of various components of the excellular matrix of biofilms: proteases, glycosidases, deoxyribonucleases, which are secreted by bacteria and macroorganism cells. Numerous bacterial proteases and proteases of animal origin contribute to the dispersion of biofilms. Proteases are divided into two main groups: exo- and endopeptidases. Exopeptidases are involved in the dispersion of biofilms. Bacterial proteases perform two main functions: firstly, they are involved in providing the microorganism with peptide nutrients and, secondly, they contribute to the development of the infectious process. Bacteria of each family produce several proteases, the activity of which is directed against various targeted molecules. Bacterial proteases such as aureolysin, staphopaines A and B, streptococcal cysteine protease, V8 serine protease, Spl protease, lysostaphin, LasВ protease, LapG protease, serratiopeptidase, proteinase K, subtilisin and subtilisin-like enzymes that are involved in the breakdown of the bioprotein matrix contribute to the release of pathogenic bacteria, which leads to an increase in the effectiveness of antibiotic therapy and reduces the risk of an adverse course of severe bacterial infections. It has now been shown that the use of recombinant forms of lysostaphin, serratiopeptidase, proteinase K is accompanied by a decrease in the weight of the biofilm or its complete degradation and contributes to the sanogenesis of infectious diseases. Despite the fact that most of the identified proteases with antibiotic activity are currently in the phase of experimental study, there is no doubt that drugs developed on their basis will become drugs that will be used in the treatment of diseases caused by antibiotic-resistant infections.


Ключевые слова

бактеріальні біоплівки; диспергування; позаклітинні бактеріальні протеази

бактериальные биопленки; диспергирование; внеклеточные бактериальные протеазы

bacterial biofilms; dispersion; extracellular bacterial proteases

doi: http://dx.doi.org/10.22141/2224-0551.15.3.2020.204554

Введение

Внеклеточное полисахаридное вещество (extracellular polysaccharide substance — EPS) биопленки защищает микроорганизмы от различных противомикробных агентов. Дезорганизация EPS сопровождается высвобождением бактерий, которые становятся доступными для антимикробных веществ и антибактериальных лекарственных средств. Матрикс-деградирующие ферменты представляют собой определяющие компоненты механизмов диспергирования, которые разрушают целостность матрикса предформированных бактериальных биопленок. В деградации различных компонентов экстрацеллюлярного матрикса биопленок участвуют многочисленные протеазы, гликозидазы, дезоксирибонуклеазы, которые секретируются бактериями и клетками макроорганизма [6, 17, 23]. Матрикс-деградирующие ферменты разрушают экзополисахариды EPS, лишая бактерии их физической защиты. В настоящее время в качестве основных ферментных лекарственных средств рассматриваются дезоксирибонуклеаза I и дисперзин B. Дезоксирибонуклеаза I разрушает структуру внеклеточных ДНК, а дисперзин B расщепляет полимеры β 1-6 N-ацетилглюкозамина, способствующего агрегации бактерий [29, 34]. Также для деградации EPS биопленки используют лекарственные средства с муколитической активностью [42]. 

Протеазы, участвующие в диспергировании бактериальной биопленки

Многочисленные бактериальные протеазы и протеазы животного происхождения способствуют диспергированию биопленки. Протеазы делятся на две основные группы: экзо- и эндопептидазы. В диспергировании биопленки участвуют экзопептидазы [27].

Основные бактериальные протеазы

Основные бактериальные протеазы, которые способны деградировать компоненты матрикса бактериальной биопленки, представлены в табл. 1.
Бактериальные протеазы выполняют две основные функции: во-первых, они участвуют в обеспечении микроорганизма пептидными питательными веществами и, во-вторых, способствуют развитию инфекционного процесса. Бактерии каждого семейства продуцируют несколько протеаз, активность которых направлена против различных таргетных молекул. Так, установлено, что внеклеточные протеазы являются факторами вирулентности. В частности, внеклеточные протеазы бактерий Staphylococcus aureus участвуют в деградации тканей макроорганизма, деградации иммуноглобулина, инактивации компонентов каскада комплемента и факторов коагуляции и фибринолиза. Так, протеаза V8 расщепляет человеческий IgG, ауреолизин — белок С3 системы комплемента и активирует протромбин (табл. 2). Одной из важнейших функций бактериальных протеаз считают диспергирование биопленки [33, 39]. 
Протеазы бактерий Staphylococcus 
Грамположительные патогенные бактерии Staphylococcus aureus продуцируют протеазы трех молекулярных семейств: металлопротеазы (1 тип), цистеиновые (2 типа) и сериновые протеазы (9 типов). Из 12 стафилококковых протеаз четыре — сериновая протеаза V8 (SspA), два стафопаина (SspB и ScpA) и ауреолизин (Aur) — принимают участие в диспергировании биопленки, а экзогенные очищенные протеазы Aur, ScpA и SspB диспергируют установленные биопленки бактерий Staphylococcus aureus in vitro, причем Aur является протеазой с наиболее эффективной антибиопленочной активностью (табл. 3) [14, 39]. 
Активация протеаз бактерий Staphylococcus aureus носит каскадный характер (рис. 1). 
Металлопротеаза: ауреолизин 
Молекула ауреолизина (протеазы III) бактерий Staphylococcus aureus состоит из двух консервативных доменов: N-терминального β-листового и C-терминального α-спирального, наличие которых характерно для бактериальных металлопротеаз семейства термолизинов. Ауреолизин в отличие от других бактериальных термолизинов не обладает эластазной активностью. Молекула Aur активируется за счет аутопротеолиза посредством отщепления N-терминального пропептида [2]. Активный фермент предпочитает расщеплять пептидные связи в N-терминальном регионе гидрофобных аминокислотных остатков, таких как аланиновый, изолейциновый и тирозиновый. Широкая субстратная специфичность Aur позволяет ей нацеливаться на различные пептиды. Aur активирует SspA, вторую протеазу в каскаде активации стафилококковых протеаз [30]. 
Allister J. Loughran и соавт. [21] продемонстрировали, что очищенный Aur ограничивает образование биопленки в 14 из 15 изолятов Staphylococcus aureus, устойчивых к метициллину.
Цистеиновые протеазы: стафопаины
Стафопаин A (ScpA) был первой идентифицированной в 1973 году цистеиновой протеазой бактерий Staphylococcus aureus; стафопаин B (SspB) был идентифицирован в 1998 году как ORFX. Стафопаин С выделен из изолятов Staphylococcus aureus, ассоциированных с птицами. Кристаллические структуры обоих стафопаинов демонстрируют структурное сходство с папаином. Классические папаиноподобные протеазы содержат два домена: N-терминальный спиральный L-домен, содержащий каталитический цистеин, и C-терминальный R-домен, образующий β-бочкообразную структуру, содержащую каталитический гистидин и аспартат [40]. Экспрессия обоих стафопаинов репрессируется во время образования биопленки, а продукция стафопаина приводит к диспергированию бактериальной биопленки [26, 31]. 
Сериновая протеаза: SspA
Сериновая протеаза SspA (протеаза V8 или GluV8) представляет собой глутамилэндопептидазу, часть небольшой группы сериновых протеаз, которые преимущественно отщепляют субстраты в С-терминальном регионе глутамата и аспартата. Молекула SspA содержит консервативную трипсиноподобную серин-протеазную каталитическую триаду, состоящую из гистидинового, аспарагинового и серинового остатков. С-терминальный регион ее молекулы состоит из тандемных повторов Pro-Asp или Asn-Asn, количество которых варьирует от 9 до 19 [11]. Протеаза SspA способствует уклонению от иммунного ответа и диспергированию бактерий Staphylococcus aureus за счет деградации протеинов макроорганизма и белков матрикса биопленки. 
Olga Mitrofanova и соавт. [25], используя количественные методы и сканирующую электронную микроскопию для обнаружения биопленки, продемонстрировали высокую эффективность субтилизиноподобной протеазы и SspA в процессе деградации биопленки. Ферментативная обработка приводила к деградации компонентов EPS и значительному уменьшению массы биопленок.
Лизостафин
Лизостафин (lysostaphin) представляет собой стафилококковую глицин-глициновую эндопептидазу (пептидогликангидролазу), продуцируемую бактериями Staphylococcus simulans, которая специфически расщепляет связи между третьим и четвертым глициновыми остатками поперечного мостика пентаглицина клеточной стенки бактерий Staphylococcus aureus (рис. 2) [4, 24, 41]. 
Лизостафин обладает различными типами каталитической активности: активностью глицилглицин-эндопептидазы, эндо-бета-нацетилглюкозамидазы и N-ацетилмурамил-L-аланинамидазы, что позволяет ему эффективно гидролизовать клеточные стенки бактерий Staphylococcus aureus, которые состоят из β-1,4-связанного N-ацетилглюкозамина, N-ацетилмурамовой кислоты, мурамовой кислоты, D-аланина, D-изоглутамина и L-лизина [40].
Лизостафин способен вызывать лизис бактерий Staphylococcus aureus на всех стадиях развития. Лизостафин эффективен как против спокойных бактерий Staphylococcus aureus, включая стафилококки в биопленках, так и активно делящихся бактерий. Лизостафин проявлет бактерицидное действие против метицилл- (methicillin-resistant S.aureus — MRSA), ванкомицин-резистентных бактерий Staphylococcus aureus (vancomycin-resistant S.aureus — VRSA) и бактерий Staphylococcus aureus, резистентных к другим антибиотикам [5, 19]. Лизостафин также активен против бактерий Staphylococcus carnosus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus, инфицирующих иммунодефицитных пациентов, особенно пациентов с имплантатами, лиц, подвергающихся диализу и с тяжелой формой сахарного диабета, и Staphylococcus xylosus (оппортунистический патоген) [40].
Рекомбинантный лизостафин может стать одним из важнейших антистафилококковых средств в клинической практике [7]. Hamid Abtahi и соавт. [1] создали рекомбинантный лизостафин (rLysostaphin), экспрессируемый pLysS Escherichia coli BL21 (DE3) с использованием вектора pET32a, и показали, что rLysostaphin в концентрации 100 мкг/мл подавляет рост стафилококковой колонии, а его однократное введение в дозе 200 мкг достоверно уменьшает колонизацию носовой полости у всех экспериментальных животных. 
Высокая эффективность лизостафина по отношению к биопленке, образуемой бактериями Staphylococcus aureus, была подтверждена исследованиями John F. Kokai-Kun и соавт. [18] и Hilana Ceotto-Vigoder и соавт. [8]. Показано, что назначение экспериментальным животным лизостафина в суточной дозе 15 мг/кг и нафциллина в суточной дозе 50 мг/кг в течение четырех суток приводит к полному исчезновению биопленок MRSA. Также авторы продемонстрировали, что лизостафин эффективно защищает постоянные катетеры от колонизации бактериями MRSA [18].
Несмотря на многообещающие результаты применения лизостафина при стафилококковых инфекциях, его использование в медицинских учреждениях затруднено из-за высокой себестоимости. Новые способы дешевого синтеза рекомбинантного лизостафина позволяют надеяться на то, что данное лекарственное средство станет доступным для клинической практики лечения инфекций, вызванных бактериями Staphylococcus aureus, особенно MRSA [12].
Протеазы, продуцируемые бактериями Pseudomonas
Одной из наиболее активных экстрацеллюлярных протеаз бактерий Pseudomonas aeruginosa является LapG, которая представляет семейство бактериальных трансглутаминазоподобных цистеиновых протеиназ [9]. Протеин LapG функционирует как периплазматическая протеаза, которая способна отщеплять адгезин CdrA от поверхности клетки макроорганизма и таким образом индуцировать диспергирование биопленки. Протеаза LapG бактерий Pseudomonas aeruginosa является функциональным гомологом белка LapG Pseudomonas putida, функционирующего как периплазматическая протеаза, взаимодействующая с поверхностным адгезином LapA. Идентификация адгезина CdrA молекулярной мишенью LapG удивительна тем, что CdrA не гомологичен LapA [35]. 

Другие экстрацеллюлярные протеазы

Субтилизины 
Субтилизины (subtilisins) являются сериновыми протеазами и продуцируются бактериями Bacillus spр. и некоторыми растениями. Субтилизины расщепляют протеины, у которых сериновый остаток представляет собой нуклеофильный компонент [13]. Субтилизины гидролизуют бактериальные адгезины, предотвращая коагрегацию микроорганизмов Actinomyces naeslundii, Streptococcus oralis, Porphyromonas gingivalis, и участвуют в диспергировании биопленок, сформированных бактериями Pseudomonas, Pseudoalteromonas, Listeria monocytogenes и Bacillus spр. [40].
Скрининг нескольких коммерческих дезинфицирующих средств, содержащих субтилизин (Pandion, Resinase A2X, Spezyme GA300), показал высокий уровень их эффективности в процессе удаления биопленок бактерий Pseudomonas aeruginosa, Lactobacillus bulgaricus, Lactobacillus lactis и Streptococcus thermophiles [3, 10]. 
Серратиопептидаза
Серратиопептидаза (serratiapeptase/serralysin/serrapeptase — Spep) является протеолитическим ферментом — неклеточной металлопротеазой, продуцируемой грамотрицательными непатогенными энтеробактериями Serratia marcescences ATCC 21074 (strain E15), обнаруженными в шелковом черве. Молекула Spep содержит цинк-связывающий консенсус HEXXHXXGXXH, где три гистидиновых остатка являются цинковыми лигандами, а остаток глутаминовой кислоты представляет собой каталитическую основу. Серратиопептидаза способна разрушать матрикс биопленки и способствовать диспергированию бактерий [15, 36]. Продемонстрировано, что Spep препятствует адгезии бактерий Staphylococcus aureus к клеткам и нарушает структуру биопленки [36]. Продемонстрировано, что фибрин представляет собой ключевой компонент — каркас биопленки, сформированной как чувствительными к метициллину бактериями Staphylococcus aureus (meticillin-susceptible Staphylococcus aureus — MSSA), так и MRSA. Согласно наличию выраженной фибринолитической активности, серратиопептидаза эффективно разрушает биопленки, образованные штаммами MRSA и MSSA [16]. Серратиопептидаза успешно используется в Японии и Европе для подавления активности воспалительного процесса при артритах, травмах, синуситах, бронхитах и других патологических процессах [28]. Siobhan Hogan и соавт. [16] считают, что лизостафин и серратиопептидаза являются наиболее эффективными диспергирующими агентами, разрушающими биопленки штаммов Staphylococcus aureus.
Протеиназа K
Протеиназа K представляет собой сериновую протеазу, первоначально выделенную из гриба Engyodontium album, которая деградирует кератин [20, 38]. 
Показано, что экзогенная протеиназа К Pseudomonas aeruginosa индуцирует экспрессию генов эндогенных протеаз, в том числе и SspA, усиливая протеазную активность бактерий Staphylococcus aureus, что приводит к быстрому диспергированию биопленки последнего [32].
Также протеиназа К ингибирует рост биопленок изолятов бычьего мастита Staphylococcus aureus. При обработке протеиназой К наблюдалось повышение уровня диспергирования биопленок, образованных бактериями Staphylococcus aureus. Сочетанное использование протеиназы К с антибиотиками показало их синергетический эффект активации диспергирования биопленок, сформированных бактериями Staphylococcus aureus. Авторы считают, что диспергирование биопленок бактерий Staphylococcus aureus протеазой K может быть использовано при разработке антибиопленочных методов лечения [37].

Заключение

Бактериальные протеазы, которые расщепляют пептиды и пептиды матрикса биопленок, способствуют диспергированию патогенных бактерий, что обусловливает повышение эффективности антибактериальной терапии и снижает риск неблагоприятного течения тяжелых бактериальных инфекций. В настоящее время показано, что применение рекомбинантных форм лизостафина, серратиопептидазы, протеиназы К сопровождается снижением массы биопленки или полной ее деградацией и способствует саногенезу стафилококковых инфекций. Использование ферментных препаратов при лечении заболеваний, течение которых сопровождается развитием биопленки, ассоциировано с риском распространения патогена и поражения других органов организма больного. Поэтому диспергирующие агенты следует использовать в сочетании с системными антимикробными агентами. Несмотря на то, что большинство идентифицированных протеаз с антибиопленочной активностью в настоящее время находятся в фазе экспериментального изучения, не остается сомнений, что лекарственные средства, разработанные на их основе, станут препаратами, которые будут использоваться при лечении заболеваний, вызванных антибиотикорезистентными инфектами.
Конфликт интересов. Автор заявляет об отсутствии какого-либо конфликта интересов и собственной финансовой заинтересованности при подготовке данной статьи.

Список литературы

1. Abtahi H., Farhangnia L., Ghaznavi-Rad E. In Vitro and in Vivo Antistaphylococcal Activity Determination of the New Recombinant Lysostaphin Protein. Jundishapur. J. Microbiol. 2016 Mar 2. 9(3). e28489. doi: 10.5812/jjm.28489.

2. Adekoya O.A., Sylte I. The thermolysin family (M4) of enzymes: therapeutic and biotechnological potential. Chem. Biol. Drug Des. 2009 Jan. 73(1). 7-16. doi: 10.1111/j.1747-0285.2008.00757.x.

3. Augustin M., Ali-Vehmas T., Atroshi F. Assessment of enzymatic cleaning agents and disinfectants against bacterial biofilms. J. Pharm. Pharm. Sci. 2004 Feb 18. 7(1). 55-64. PMID: 15144735.

4. Bastos M.D., Coutinho B.G., Coelho M.L. Lysostaphin: A Staphylococcal Bacteriolysin with Potential Clinical Applications. Pharmaceuticals (Basel). 2010 Apr 19. 3(4). 1139-1161. doi: 10.3390/ph3041139.

5. Berscheid A., François P., Strittmatter A. et al. Generation of a vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (VISA) strain by two amino acid exchanges in VraS. J. Antimicrob. Chemother. 2014 Dec. 69(12). 3190-8. doi: 10.1093/jac/dku297.

6. Blackledge M.S., Worthington R.J., Melander C. Biologically inspired strategies for combating bacterial biofilms. Curr. Opin. Pharmacol. 2013 Oct. 13(5). 699-706. doi: 10.1016/j.coph.2013.07.004.

7. Boksha I.S., Lavrova N.V., Grishin A.V. et al. Staphylococcus simulans Recombinant Lysostaphin: Production, Purification, and Determination of Antistaphylococcal Activity. Biochemistry (Mosc). 2016 May. 81(5). 502-10. doi: 10.1134/S0006297916050072.

8. Carlin Fagundes P., Miceli de Farias F., Cabral da Silva Santos O., Souza da Paz J.A., Ceotto-Vigoder H. et al. Nisin and lysostaphin activity against preformed biofilm of Staphylococcus aureus involved in bovine mastitis. J. Appl. Microbiol. 2016 Jul. 121(1). 101-14. doi: 10.1111/jam.13136.

9. Cherny K.E., Sauer K. Untethering and degradation of the polysaccharide matrix are essential steps in the dispersion response of Pseudomonas aeruginosa biofilms. J. Bacteriol. 2019 Nov 11. pii: JB.00575-19. doi: 10.1128/JB.00575-19.

10. Coughlan L.M., Cotter P.D., Hill C., Alvarez-Ordóñez A. New Weapons to Fight Old Enemies: Novel Strategies for the (Bio)control of Bacterial Biofilms in the Food Industry. Front. Microbiol. 2016 Oct 18. 7. 1641. DOI: 10.3389/fmicb.2016.01641.

11. Dubin G. Extracellular proteases of Staphylococcus spp. Biol. Chem. 2002 Jul-Aug. 383(7–8). 1075-86. DOI: 10.1515/BC.2002.116.

12. Duman Z.E., Ünlü A., Çakar M.M., Ünal H., Binay B. Enhanced production of recombinant Staphylococcus simulans lysostaphin using medium engineering. Prep. Biochem. Biotechnol. 2019. 49(5). 521-528. doi: 10.1080/10826068.2019.1599393.

13. Figueiredo J., Sousa Silva M., Figueiredo A. Subtilisin-like proteases in plant defence: the past, the present and beyond. Mol. Plant Pathol. 2018 Apr. 19(4). 1017-1028. doi: 10.1111/mpp.12567.

14. Fleming D., Rumbaugh K.P. Approaches to Dispersing Medical Biofilms. Microorganisms. 2017 Apr 1. 5(2). pii: E15. doi: 10.3390/microorganisms5020015.

15. Gupte V., Luthra U. Analytical techniques for serratiopeptidase: A review. J. Pharm. Anal. 2017 Aug. 7(4). 203-207. doi: 10.1016/j.jpha.2017.03.005.

16. Hogan S., Zapotoczna M., Stevens N.T. et al. Potential use of targeted enzymatic agents in the treatment of Staphylococcus aureus biofilm-related infections. J. Hosp. Infect. 2017 Feb 16. pii: S0195-6701(17)30102-0. doi: 10.1016/j.jhin.2017.02.008.

17. Kaplan J.B. Biofilm matrix-degrading enzymes. Methods Mol. Biol. 2014. 1147. 203-13. doi: 10.1007/978-1-4939-0467-9_14.

18. Kokai-Kun J.F., Chanturiya T., Mond J.J. Lysostaphin eradicates established Staphylococcus aureus biofilms in jugular vein catheterized mice. J. Antimicrob. Chemother. 2009 Jul. 64(1). 94-100. doi: 10.1093/jac/dkp145.

19. Kumar J.K. Lysostaphin: an antistaphylococcal agent. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2008 Sep. 80(4). 555-61. doi: 10.1007/s00253-008-1579-y.

20. Kumar Shukla S., Rao T.S. Dispersal of Bap-mediated Staphylococcus aureus biofilm by proteinase K. J. Antibiot (Tokyo). 2013 Feb. 66(2). 55-60. doi: 10.1038/ja.2012.98.

21. Loughran A.J., Atwood D.N., Anthony A.C. et al. Impact of individual extracellular proteases on Staphylococcus aureus biofilm formation in diverse clinical isolates and their isogenic sarA mutants. Microbiologyopen. 2014 Dec. 3(6). 897-909. doi: 10.1002/mbo3.214.

22. Martínez-García S., Rodríguez-Martínez S., Cancino-Diaz M.E., Cancino-Diaz J.C. Extracellular proteases of Staphylococcus epidermidis: roles as virulence factors and their participation in biofilm. APMIS. 2018 Mar. 126(3). 177-185. doi: 10.1111/apm.12805.

23. Maunders E., Welch M. Matrix exopolysaccharides; the sticky side of biofilm formation. FEMS Microbiol. Lett. 2017 Jul 6. 364(13). doi: 10.1093/femsle/fnx120.

24. Mitkowski P., Jagielska E., Nowak E. et al. Structural bases of peptidoglycan recognition by lysostaphin SH3b domain. Sci Rep. 2019 Apr 12. 9(1). 5965. doi: 10.1038/s41598-019-42435-z.

25. Mitrofanova O., Mardanova A., Evtugyn V., Bogomolnaya L., Sharipova M. Effects of Bacillus Serine Proteases on the Bacterial Biofilms. Biomed. Res Int. 2017. 2017. 8525912. doi: 10.1155/2017/8525912.

26. Mootz J.M., Malone C.L., Shaw L.N., Horswill A.R. Staphopains modulate Staphylococcus aureus biofilm integrity. Infect. Immun. 2013 Sep. 81(9). 3227-38. doi: 10.1128/IAI.00377-13.

27. Nandan A., Nampoothiri K.M. Molecular advances in microbial aminopeptidases. Bioresour. Technol. 2017 Dec. 245(Pt B). 1757-1765. doi: 10.1016/j.biortech.2017.05.103.

28. Nirale N.M., Menon M.D. Topical formulations of serratiopeptidase: development and pharmacodynamic evaluation. Indian. J. Pharm. Sci. 2010 Jan. 72(1). 65-71. doi: 10.4103/0250-474X.62246.

29. Oloketuyi S.F., Khan F. Inhibition strategies of Listeria monocytogenes biofilms-current knowledge and future outlooks. J. Basic. Microbiol. 2017 Sep. 57(9). 728-743. doi: 10.1002/jobm.201700071.

30. Oscarsson J., Tegmark-Wisell K., Arvidson S. Coordinated and differential control of aureolysin (aur) and serine protease (sspA) transcription in Staphylococcus aureus by sarA, rot and agr (RNAIII). Int. J. Med. Microbiol. 2006 Oct. 296(6). 365-80. PMID: 16782403.

31. Otto M. Staphylococcal Biofilms. Microbiol Spectr. 2018 Aug. 6(4). doi: 10.1128/microbiolspec.GPP3-0023-2018.

32. Park J.H., Lee J.H., Cho M.H., Herzberg M., Lee J. Acceleration of protease effect on Staphylococcus aureus biofilm dispersal. FEMS Microbiol. Lett. 2012 Oct. 335(1). 31-8. doi: 10.1111/j.1574-6968.2012.02635.x.

33. Pietrocola G., Nobile G., Rindi S., Speziale P. Staphylococcus aureus Manipulates Innate Immunity through Own and Host-Expressed Proteases. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2017 May 5. 7. 166. doi: 10.3389/fcimb.2017.00166.

34. Roy R., Tiwari M., Donelli G., Tiwari V. Strategies for combating bacterial biofilms: A focus on anti-biofilm agents and their mechanisms of action. Virulence. 2018 Jan 1. 9(1). 522-554. doi: 10.1080/21505594.2017.1313372.

35. Rybtke M., Berthelsen J., Yang L., Høiby N., Givskov M., Tolker-Nielsen T. The LapG protein plays a role in Pseudomonas aeruginosa biofilm formation by controlling the presence of the CdrA adhesin on the cell surface. Microbiologyopen. 2015 Dec. 4(6). 917-30. doi: 10.1002/mbo3.301.

36. Selan L., Papa R., Tilotta M. et al. Serratiopeptidase: a well-known metalloprotease with a new non-proteolytic activity against S. aureus biofilm. BMC Microbiol. 2015 Oct 9. 15. 207. doi: 10.1186/s12866-015-0548-8.

37. Shukla S.K., Rao T.S. Staphylococcus aureus biofilm removal by targeting biofilm-associated extracellular proteins. Indian J. Med. Res. 2017 Jul. 146(Suppl.). S1-S8. doi: 10.4103/ijmr.IJMR_410_15.

38. Silva C.J., Vázquez-Fernández E., Onisko B., Requena J.R. Proteinase K and the structure of PrPSc: The good, the bad and the ugly. Virus Res. 2015 Sep 2. 207. 120-6. doi: 10.1016/j.virusres.2015.03.008.

39. Tam K., Torres V.J. Staphylococcus aureus Secreted Toxins and Extracellular Enzymes. Microbiol Spectr. 2019 Mar. 7(2). doi: 10.1128/microbiolspec.GPP3-0039-2018.

40. Thallinger B., Prasetyo E.N., Nyanhongo G.S., Guebitz G.M. Antimicrobial enzymes: an emerging strategy to fight microbes and microbial biofilms. Biotechnol. J. 2013 Jan. 8(1). 97-109. doi: 10.1002/biot.201200313.

41. Tossavainen H., Raulinaitis V., Kauppinen L. et al. Structural and Functional Insights Into Lysostaphin-Substrate Interaction. Front. Mol. Biosci. 2018 Jul 3. 5. 60. doi: 10.3389/fmolb.2018.00060.

42. Xu D., Jia R., Li Y., Gu T. Advances in the treatment of problematic industrial biofilms. World J. Microbiol. Biotechnol. 2017 May. 33(5). 97. doi: 10.1007/s11274-016-2203-4.


Вернуться к номеру