Інформація призначена тільки для фахівців сфери охорони здоров'я, осіб,
які мають вищу або середню спеціальну медичну освіту.

Підтвердіть, що Ви є фахівцем у сфері охорони здоров'я.

Мобильная версия

Регистрация Забыли пароль?

Журнал «Здоровье ребенка» Том 16, №5, 2021

Вернуться к номеру

Регуляція вмісту мікроРНК. Частина 2. Деградація мікроРНК

Регуляція вмісту мікроРНК. Частина 2. Деградація мікроРНК

Авторы: Абатуров О.Є., Бабич В.Л.
Дніпровський державний медичний університет, м. Дніпро, Україна

Рубрики: Педиатрия/Неонатология

Разделы: Справочник специалиста

Версия для печати


Резюме

У науковому огляді наведено процес регуляції вмісту мікроРНК — деградація мікроРНК. Для написання статті здійснювався пошук інформації з використанням баз даних Scopus, Web of Science, MedLine, PubMed, Google Scholar, EMBASE, Global Health, The Cochrane Library, CyberLeninka. У статті надана характеристика найважливішого процесу метаболізму РНК — деградації 3'→5' РНК. Деградація мікроРНК притаманна організмам всіх царств життя і бере участь у регуляції представництва РНК, усуненні дисфункціональних або неправильно сконструйованих молекул РНК і процесингу попередників РНК. Наведені екзорибонуклеази, що впливають на стабільність зрілих форм мікроРНК. Підкреслено, що екзорибонуклеази XRN деградують різноманітні РНК-субстрати під час загального розпаду РНК і беруть участь у таких спеціалізованих процесах, як нонсенс-опосередкована деградація, сайленсинг генів, матурація рРНК і термінація транскрипції. Наведено, що екзорибонуклеаза XRN2 відіграє вирішальну роль у термінації транскрипції під час вірусної інфекції, а саме проявляє цитоплазматичну противірусну активність щодо вірусу гепатиту С. Розглянута роль РНК-деградуючої екзосоми в деградації мікроРНК. РНК-деградуюча екзосома є убіквітарним комплексом і 3'-5'-ендо- та екзорибонуклеаз еукаріотів, що взаємодіє з декількома кофакторами процесингу та здійснює деградацію практично всіх класів цитоплазматичних РНК. У статті відображено функцію еволюційно-консервативної фосфоролітичної 3'-5'-екзорибонуклеази — полінуклеотидфосфорилази. Показана роль екзорибонуклеази 1, яка є еволюційно консервативною 3'-5'-екзорибонуклеазою родини DEDDh, що бере участь у кінцевому процесингу 5.8S рРНК, реплікаційно-залежних гістонових мРНК, міРНК і мікроРНК. Зазначено, що екзорибонуклеаза Eri1 регулює глобальний гомеостаз мікроРНК у лімфоцитах і бере участь у розвитку NK-клітин і противірусній відповіді. Таким чином, одним із механізмів регуляції вмісту мікроРНК є найважливіший процес метаболізму РНК, притаманний організмам всіх царств життя, а саме деградація мікроРНК.

The scientific review presents the process of regulation of microRNA content — microRNA degradation. To write the article, information was searched using databases Scopus, Web of Science, MedLine, PubMed, Google Scholar, EMBASE, Global Health, The Cochrane Library, CyberLeninka. The article presents the characteristics of the most important process of RNA metabolism — degradation of 3'→5' RNA. Degradation of microRNA is inherent in organisms of all kingdoms of life and is involved in the regulation of RNA representation, elimination of dysfunctional or incorrectly constructed RNA molecules and processing of RNA precursors. Exoribonucleases that affect the stability of mature forms of miRNA are presented. It is emphasized that XRN exoribonucleases degrade various RNA substrates during total RNA degradation and are involved in specific processes such as nonsense-mediated degradation, gene silencing, rRNA maturation, and transcription termination. It is shown that exoribonuclease XRN2 plays a crucial role in the termination of transcription during viral infection, namely it has cytoplasmic antiviral activity against hepatitis C virus. The role of RNA-degrading exosome in microRNA degradation is presented. RNA-degrading exosome is a ubiquitous complex and 3'-5'-endo- and exoribonucleases of eukaryotes, which interacts with several processing cofactors and degrades almost all classes of cytoplasmic RNA. The article reflects the function of evolutionarily conserved phosphorolytic 3'-5'-exoribonuclease — polynucleotide phosphorylase. The role of exoribonuclease 1, which is an evolutio­narily conserved 3'-5'-exoribonuclease of the DEDDh family, is involved in the final processing of 5.8S rRNA, replication-dependent histone mRNA, siRNA, and miRNA. Eri1 exoribonuclease has been shown to regulate global microRNA homeostasis in lymphocytes and to participate in NK cell development and antiviral response. Thus, one of the mechanisms of regulation of miRNA content is the most important process of RNA metabolism, which is inherent in organisms of all kingdoms of life, namely the degradation of miRNAs.


Ключевые слова

мікроРНК; деградація мікроРНК; екзорибонуклеази; РНК-деградуюча екзосома; полінуклео­тидфосфорилаза; огляд

microRNA; microRNA degradation; exoribonucleases; RNA-degrading exosome; polynucleotide phosphorylase; review

Вступ

Регуляція вмісту мікроРНК здійснюється за рахунок контролю над транскрипцією за допомогою редагування мікроРНК, тайлінгу (уридинілірування, аденілірування) мікроРНК і деградації мікроРНК [3, 13, 18, 38].
У регуляції експресії мікроРНК задіяні численні молекулярні механізми: епігенетичні, транспортні, полімеразні, механізми забезпечення факторами транскрипції, сплайсингу й інші, що беруть участь у процесі транскрипції РНК.
Деградація мікроРНК
Деградація 3'→5' РНК є найважливішим процесом метаболізму РНК, що притаманний організмам всіх царств життя і бере участь у регуляції представництва РНК, усуненні дисфункціональних або неправильно сконструйованих молекул РНК і процесингу попередників РНК [15, 21, 27]. Рівень концентрації зрілих ефекторних форм мікроРНК багато в чому залежить від активності деградації їх молекул, яку здійснюють екзорибонуклеази (табл. 1).
Деградація мікроРНК може бути виконана від кепа до хвоста молекули (5' → 3') і від хвоста до кепа молекули (3'→5') 5'-3'-екзорибонуклеази або 3'-5'-екзорибонуклеази відповідно.

5'-3'-екзорибонуклеази XRN

Представники родини 5'-3'-екзорибонуклеаз XRN (5'-3' exoribonucleases) відіграють ключову роль у деградації РНК, в тому числі і мікроРНК у еукаріотів. Екзорибонуклеази XRN є життєво необхідними ферментами, делеція генів яких супроводжується внутрішньоембріональним летальним результатом експериментальних тварин на тлі різних аномалій розвитку органів і систем [4]. Висококонсервативні представники родини XRN представлені одним цитоплазматичним ферментом XRN1/PACMAN і одним або декількома ядерними ферментами (XRN2/RAT1 і XRN3). Екзорибонуклеази XRN деградують різноманітні РНК-субстрати під час загального розпаду РНК і беруть участь у таких спеціалізованих процесах, як нонсенс-опосередкована деградація (nonsense-mediated decay — NMD), сайленсинг генів, матурація рРНК і термінація транскрипції (табл. 2) [14, 21, 23, 25]. 
Функціональна активність XRN екзорибонуклеаз, рівень комплементарності мікроРНК і мРНК, активність РНК-зв’язуючих протеїнів зумовлюють стабільність зрілих форм мікроРНК (рис. 1).
Екзорибонуклеаза XRN1 розщеплює різні цитоплазматично розташовані РНК, включаючи нкРНК і NMD-субстрати [19], в тому числі імпортовані –мікроРНК [37].
Екзорибонуклеаза XRN2, яка переважно локалізована в ядрі клітини, розпізнає одноланцюгові з монофосфатним 5'-кінцем РНК і розщеплює їх до мононуклеотидів. Екзорибонуклеаза XRN2 відіграє основну роль у зупинці транскрипції, обумовленої РНКП II. Пригнічення активності даної транскрипції запобігає утворенню патогенних довгих аберантних мРНК. Також XRN2 викликає деградацію поліаденілірованої пре-мРНК, що зароджується [23, 28].
Встановлено, що деградація зрілих мікроРНК (miR let-7) нематоди Caenorhabditis elegans обумовлена активністю 5'-3'-екзорибонуклеази XRN2. Виснаження екзорибонуклеази XRN2 супроводжується збільшенням представництва зрілих форм miR let-7. Також екзорибонуклеаза XRN2 сприяє вивільненню мікроРНК із комплексу miRISC, механізм якого, однак, до сьогодні залишається невідомим [5]. Екзорибонуклеаза XRN2 відіграє вирішальну роль у термінації транскрипції під час вірусної інфекції. Так, Cecilia D. Sedano, Peter Sarnow [30] встановили, що виснаження XRN2 призводить до акумуляції РНК вірусу гепатиту С (hepatitis C virus — HCV), тоді як надлишкова експресія XRN2 супроводжується зниженням кількості копій вірусної РНК. Виснаження XRN2 не змінює швидкості трансляції або реплікації РНК HCV, але впливає на стійкість вірусної РНК. Таким чином, екзорибонуклеаза XRN2 проявляє цитоплазматичну противірусну активність щодо HCV.
Деякі мікроРНК перешкоджають проявам екзорибонуклеазної активності ферментів XRN1 і XRN2. Відомо, що мікроРНК miR-122 захищає РНК HCV від деградації екзорибонуклеазами XRN1 і XRN2. Вміст РНК HCV і вірусних протеїнів різко знижується після секвестрування miR-122 антисмисловими олігонуклеотидами miR-122. Показано, що miR-122 утворює олігомерний комплекс з 5'-кінцевими послідовностями РНК HCV, який захищає вірусний геном від нуклеолітичної деградації або сенсорів імунної відповіді (рис. 2) [22, 31].

3'-5'-екзорибонуклеази 

РНК-деградуюча екзосома
РНК-деградуюча екзосома є убіквітарним комплексом і 3'-5'-ендо- та екзорибонуклеаз еукаріотів, що взаємодіє з декількома кофакторами процесингу і здійснює деградацію практично всіх класів цитоплазматичних РНК. РНК-деградуюча екзосома бере участь у різних шляхах процесингу ядерних РНК, в тому числі мяРНК, мякРНК, тРНК і 5,8S рРНК, а також деградує побічні продукти обробки РНК, такі як 5'-ETS (5 'External Transcribed Sequence). Екзосома контролює якість РНК, деградуючи аберантні молекули РНК (рРНК, тРНК, мяРНК, мякРНК) в ядрі і в цитоплазмі клітини [2, 9, 17, 24]. Ідентифіковано три основні класи ферментів РНК-деградуючих екзосом, що здійснюють деградацію 3'→5' молекул РНК в бактеріях, археях та еукаріотах; до них належать: 1) ферменти, що каталізують процесивний гідролітичний розпад РНК (бактеріальна РНКаза II і РНКаза R, і еукаріотична Rrp44); 2) ферменти, що каталізують дистрибутивний гідролітичний розпад РНК (бактеріальна РНКаза D і еукаріотична Rrp6); 3) ферменти з екзорибонуклеазною процесивною фосфоролітичною активністю (бактеріальна і мітохондріальна PNPase й архейна екзосома) [16].
Консервативне ядро РНК-деградуючої екзосоми складається з каталітично інертного 9-субодиничного кільця і 3'-5'-рибонуклеази Dis3/Rrp44. 9-субодиничний комплекс (Exo9) утворений шістьма PH-подібними РНКазами (Rrp41, Rrp42, Rrp43, Rrp45, Rrp46 і Mtr3) і трьома РНК, що зв’язуються протеїнами (Rrp4, Rrp40 і Csl4). Комплекс Exo9 є бочкоподібною структурою, що за архітектурою нагадує бактеріальні полінуклеотидні фосфорілази (bacterial polynucleotide phosphorylases — PNPases) й архейні екзосоми. Усередині комплексу Exo9 проходить центральний канал з трьома каталітичними центрами, який приймає молекулу РНК (рис. 3) [8, 10–12, 16].
РНК-деградуюча екзосома існує в трьох основних формах: у формі цитоплазматичного комплексу, який включає дев’ять субодиничних ядер і Rrp44 (Exo1044) і має здатність деградувати цитоплазматичну РНК; в формі ядерного комплексу, утвореного Exo9, Rrp44 і Rrp6 (Exo1144/6), що має здатність деградувати ядерну РНК; і в формі ядерцевої екзосоми, що містить Exo9 і Rrp6. Кожен із цих екзосомних комплексів взаємодіє з численними процесинговими кофакторами або різними РНК-нуклеазами (рис. 4) [16, 17, 20].
Каталітична активність РНК-деградуючої екзосоми залежить від асоціації Exo9 з гідролітичними рибонуклеазами Rrp6 і Rrp44/Dis3 або з паралогією Dis3L у цитоплазмі клітин людини [32].
Рибонуклеаза Dis3 (defective in sister chromatid disjoining 3), що ідентифікована у Drosophila, є каталітичним компонентом РНК-деградуючої екзосоми, яка бере участь у деградації невеликої популяції мікроРНК. Зокрема, нокаут гена Dis3 супроводжується збільшенням концентрації зрілих форм miR-252-5p [36], а нокаут екзосомної субодиниці Rrp41 у клітинах людської лінії HEK293 викликає стабілізацію miR-382 [1].
Полінуклеотидфосфорилаза (деградосома)
Полінуклеотидфосфорилаза (polynucleotide phosphorylase — PNPase) є еволюційно консервативною фосфоролітичною 3'-5'-екзорибонуклеазою, яка присутня практично в усіх живих організмах, виключаючи археї, трипаносоми і гриби [29]. Даний фермент може функціонувати як екзорибонуклеаза (при високому рівні поляризації), каталізуючи 3'-5'-фосфоролізис, і як полімераза (при низькому рівні поляризації), забезпечуючи поліаденілювання хвоста молекули РНК. Людський гомолог PNPase (hPNPaseold-35) був уперше ідентифікований у термінально диференційованих людських клітинах меланоми і прогероїдних фібробластах. У цитоплазмі клітини полінуклеотидфосфорилаза існує і як самостійна молекула, і як компонент мультипротеїнового комплексу. Зокрема, в бактеріях PNPase асоційована з ендонуклеазою РНКази E, гемазазою DEAD-box RhlB і єнолазою, гліколітичним ферментом. Даний комплекс містить приблизно 20 % від усієї кількості PNP і отримав назву «деградосома»; його архітектура нагадує РНК-деградуючі екзосоми. Сьогодні у людини ідентифіковані аналоги більшості компонентів бактеріальних деградосом [33].
Аналіз профілю експресії гена hPNPaseold-35 показав, що він є переважно IFN-індуцибельним геном і відіграє ключову роль в IFN-індукованій зупинці росту клітин меланоми людини, здійснюючи деградацію мРНК c-Myc. Крім деградації мРНК c-Myc, hPNPaseold-35 бере участь у регуляції стабільності декількох невеликих нкРНК. Продемонстровано, що hPNPaseold-35 може специфічно зв’язувати та деградувати деякі зрілі мікроРНК (miR-221, miR-222 і miR-106b) і при цьому залишатися інтактною до молекул інших мікроРНК (miR-184 і miR-let7a) [7, 26, 33].
Екзорибонуклеаза 1
Екзорибонуклеаза 1 (exoribonuclease 1 — ERI1), також відома як Thex1, є еволюційно консервативною 3'-5'-екзорибонуклеазою родини DEDDh, що бере участь у кінцевому процесингу 5.8S рРНК, реплікаційно-залежних гістонових мРНК, міРНК і мікроРНК. У мишей Eri1 деградує глобальний спектр мікроРНК [35].
Як і інші екзонуклеази родини DEDD, молекула екзорибонуклеази Eri1 характеризується наявністю консервативного каталітичного ядра, що складається з чотирьох кислих амінокислотних залишків — DEDD, які взаємодіють з іонами Mg2+. Гістидиновий залишок каталітичного центру, взаємодіючи з Mg2+, сприяє перетворенню води в нуклеофіл, що розщеплює термінальні олігорибонуклеотидні фосфодіефірні зв’язки [6]. Каталітична кишеня молекули Eri1 вміщує тільки один-два нуклеотиди, у зв’язку з чим дцРНК є малодоступним субстратом для Eri1, тоді як 3'-кінець одноланцюгових малих РНК (мікроРНК, міРНК) ефективно розщеплюється екзорибонуклеазою Eri1 [35]. Molly F. Thomas і співавтори [34] продемонстрували, що миші з дефіцитом екзорибонуклеази Eri1 характеризуються порушенням матурації NK-клітин. Нокаутні Eri1-/-NK-клітини відрізняються відсутністю експресії рецепторів Ly49 під час перебування в кістковому мозку і селективним зниженням експресії рецепторів Ly49D і Ly49H після вивільнення в периферичному руслі крові. Згідно з даними авторів, основними мішенями екзорибонуклеази Eri1 мишей є мікроРНК NK- і Т-клітин. У нокаутних Eri1-/-клітинах спостерігається глобальне збільшення кількості мікроРНК. Ектопічна експресія протеїну Eri1 переважно сприяє зниженню рівня концентрації мікроРНК у зрілих нокаутних Eri1-/-Т-клітинах, а дефіцит Eri1, індукований під час цитомегаловірусної інфекції мишей, супроводжується порушенням матурації Ly49H+ NK-клітин і зниженням активності вірус-специфічної клітинної відповіді. Таким чином, екзорибонуклеаза Eri1 регулює глобальний гомеостаз мікроРНК у лімфоцитах і бере участь у розвитку NK-клітин і противірусній відповіді.

Висновки

Таким чином, одним із механізмів регуляції вмісту мікроРНК є найважливіший процес метаболізму РНК, притаманний організмам всіх царств життя, а саме деградація мікроРНК. Ключову роль у деградації мікроРНК відіграють представники родини 5'-3'-екзорибонуклеаз XRN. Деградація практично всіх класів цитоплазматичних РНК здійснюється РНК-деградуючою екзосомою, що контролює якість РНК, деградуючи аберантні молекули РНК (рРНК, тРНК, мяРНК, мякРНК) в ядрі та цитоплазмі клітини.
Конфлікт інтересів. Автори заявляють про відсутність конфлікту інтересів та особистої фінансової зацікавленості при підготовці даної статті.
 
Отримано/Received 12.06.2021
Рецензовано/Revised 28.06.2021
Прийнято до друку/Accepted 11.07.2021

Список литературы

  1. Bail S., Swerdel M., Liu H. et al Differential regulation of microRNA stability. RNA. 2010 May. 16(5). 1032-9. doi: 10.1261/rna.1851510. 
  2. Black J.J., Johnson A.W. Genetics animates structure: leveraging genetic interactions to study the dynamics of ribosome biogenesis. Current Genetics. 2021. https://doi.org/10.1007/s00294-021-01187-y
  3. Cai Y., Yu X., Hu S., Yu J. A brief review on the mechanisms of miRNA regulation. Genomics Proteomics Bioinformatics. 2009 Dec. 7(4). 147-54. doi: 10.1016/S1672-0229(08)60044-3.
  4. Chang J.H., Xiang S., Tong L. 5'-3' exoribonucleases. In: Nicholson A.W., editor. Ribonucleases. Springer; Heidelberg, 2011. Vol. 26. Р. 167-192.
  5. Chatterjee S., Grosshans H. Active turnover modulates mature microRNA activity in Caenorhabditis elegans. Nature. 2009 Sep 24. 461(7263). 546-9. doi: 10.1038/nature08349.
  6. Cheng Y., Patel D.J. Crystallographic structure of the nuclease domain of 3'hExo, a DEDDh family member, bound to rAMP. J. Mol. Biol. 2004 Oct 15. 343(2). 305-12. Doi: 10.1016/j.jmb.2004.08.055.
  7. Das S.K., Sokhi U.K., Bhutia S.K. et al Human polynucleotide phosphorylase selectively and preferentially degrades microRNA-221 in human melanoma cells. Proc. Natl. Acad. Sci U S A. 2010 Jun 29. 107(26). 11948-53. doi: 10.1073/pnas.0914143107.
  8. Delan-Forino C., Schneider C., Tollervey D. Transcriptome-wide analysis of alternative routes for RNA substrates into the exosome complex. PLoS Genet. 2017 Mar 29. 13(3). e1006699. doi: 10.1371/journal.pgen.1006699.
  9. Drazkowska K., Tomecki R., Stodus K. et al The RNA exosome complex central channel controls both exonuclease and endonuclease Dis3 activities in vivo and in vitro/ K. Drazkowska. Nucleic Acids Res. 2013 Apr 1. 41(6). 3845-58. doi: 10.1093/nar/gkt060.
  10. Evguenieva-Hackenberg E., Hou L., Glaeser S., Klug G. Structure and function of the archaeal exosome. Wiley Interdiscip Rev RNA. 2014 Sep-Oct. 5(5). 623-35. doi: 10.1002/wrna.1234.
  11. Evguenieva-Hackenberg E. The archaeal exosome. Adv. Exp. Med. Biol. 2011. 702. 29-38. doi: 10.1007/978-1-4419-7841-7_3.
  12. Frazier M.N., Pillon M.C., Kocaman S. et al. Structural overview of macromolecular machines involved in ribosome biogenesis. Curr Opin Struct Biol. 2020. 67. 51-60. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2020.09.003.
  13. Frederick M., Heinemann I. Regulation of RNA stability at the 3′ end. Biological Chemistry. 2021. 402(4). 425-431. https://doi.org/10.1515/hsz-2020-0325.
  14. Grosshans H., Chatterjee S. MicroRNAses and the regulated degradation of mature animal miRNAs. Adv. Exp. Med. Biol. 2010. 700. 140-55. PMID: 21627036.
  15. Hui Jiang, Lige Bai, Lina Ji et al. Degradation of MicroRNA miR-466d-3p by Japanese Encephalitis Virus NS3 Facilitates Viral Replication and Interleukin-1β Expression. Journal of Virology. 2020 Jul. 94 (15). e00294-20. doi: 10.1128/JVI.00294-20.
  16. Januszyk K., Lima C.D. The eukaryotic RNA exosome. Curr. Opin. Struct. Biol. 2014 Feb. 24. 132-40. doi: 10.1016/j.sbi.2014.01.011.
  17. Kilchert C. RNA Exosomes and Their Cofactors. The Eukaryotic RNA Exosome. Methods in Molecular Biology. 2020. 2062. 215-235. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9822-7_11
  18. Koyano K., Bahn J.H., Xiao X. Extracellular microRNA 3’ end modification across diverse body fluids. Epigenetics. 2020. doi: 10.1080/15592294.2020.1834922.
  19. Łabno A., Tomecki R., Dziembowski A. Cytoplasmic RNA decay pathways — Enzymes and mechanisms. Biochim Biophys Acta. 2016 Dec. 1863(12). 3125-3147. doi: 10.1016/j.bbamcr.2016.09.023.
  20. Lau B., Cheng J., Flemming D. et al. Structure of the maturing 90S pre-ribosome in association with the RNA exosome. Mol. Cell. 2021;81:293-303.e4. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2020.11.009.
  21. Liu X., Haniff H.S., Childs-Disney J.L., Shuster A., Aikawa H., Adibekian A., Disney M.D. Targeted Degradation of the Oncogenic MicroRNA 17-92 Cluster by Structure-Targeting Ligands. Journal of the American Chemical Society. 2020. 142(15). 6970-6982. doi: 10.1021/jacs.9b13159.
  22. Machlin E.S., Sarnow P., Sagan S.M. Masking the 5' terminal nucleotides of the hepatitis C virus genome by an unconventional microRNA-target RNA complex. Proc. Natl. Acad. Sci U S A. 2011 Feb 22. 108(8). 3193-8. doi: 10.1073/pnas.1012464108. 
  23. Miki T.S., Großhans H. The multifunctional RNase XRN2. Biochem. Soc. Trans. 2013 Aug. 41(4). 825-30. doi: 10.1042/BST20130001.
  24. Morton D.J., Kuiper E.G., Jones S.K. et al The RNA exosome and RNA exosome-linked disease. RNA. 2018 Feb. 24(2). 127-142. doi: 10.1261/rna.064626.117.
  25. Nagarajan V.K., Jones C.I., Newbury S.F., Green P.J. XRN 5'→3' exoribonucleases: structure, mechanisms and functions. Biochim. Biophys. Acta. 2013 Jun-Jul. 1829(6–7). 590-603. doi: 10.1016/j.bbagrm.2013.03.005.
  26. Nejad C., Pillman K.A., Siddle K.J. et al. miR-222 isoforms are differentially regulated by type-I interferon. RNA. 2018 Mar. 24(3). 332-341. doi: 10.1261/rna.064550.117.
  27. Porrua O., Libri D. RNA quality control in the nucleus: the Angels’ share of RNA. Biochim. Biophys. Acta. 2013 Jun-Jul. 1829(6–7). 604-11. doi: 10.1016/j.bbagrm.2013.02.012. 
  28. Proudfoot N.J. Ending the message: poly(A) signals then and now. Genes. Dev. 2011 Sep 1. 25(17). 1770-82. doi: 10.1101/gad.17268411.
  29. Sarkar D., Fisher P.B. Polynucleotide phosphorylase: an evolutionary conserved gene with an expanding repertoire of functions. Pharmacol. Ther. 2006 Oct. 112(1). 243-63. PMID: 16733069.
  30. Sedano C.D., Sarnow P. Hepatitis C virus subverts liver-specific miR-122 to protect the viral genome from exoribonuclease Xrn2. Cell. Host. Microbe. 2014 Aug 13. 16(2). 257-264. doi: 10.1016/j.chom.2014.07.006.
  31. Sedano C.D., Sarnow P. Interaction of host cell microRNAs with the HCV RNA genome during infection of liver cells. Semin. Liver. Dis. 2015 Feb. 35(1). 75-80. doi: 10.1055/s-0034-1397351.
  32. Sikorska N., Zuber H., Gobert A. RNA degradation by the plant RNA exosome involves both phosphorolytic and hydrolytic activities. Nat. Commun. 2017 Dec 18. 8(1). 2162. doi: 10.1038/s41467-017-02066-2. 
  33. Sokhi U.K., Bacolod M.D., Dasgupta S. et al Identification of genes potentially regulated by human polynucleotide phosphorylase (hPNPase old-35) using melanoma as a model. PLoS One. 2013 Oct 15. 8(10). e76284. doi: 10.1371/journal.pone.0076284.
  34. Thomas M.F., Abdul-Wajid S., Panduro M. et al Eri1 regulates microRNA homeostasis and mouse lymphocyte development and antiviral function. Blood. 2012 Jul 5. 120(1). 130-42. doi: 10.1182/blood-2011-11-394072.
  35. Thomas M.F., L’Etoile N.D., Ansel K.M. Eri1: a conserved enzyme at the crossroads of multiple RNA-processing pathways. Trends. Genet. 2014 Jul. 30(7). 298-307. doi: 10.1016/j.tig.2014.05.003.
  36. Towler B.P., Jones C.I., Viegas S.C. et al The 3'-5' exoribonuclease Dis3 regulates the expression of specific microRNAs in Drosophila wing imaginal discs. RNA Biol. 2015. 12(7). 728-41. doi: 10.1080/15476286.2015.1040978.
  37. Zangari J., Ilie M., Rouaud F. et al Rapid decay of engulfed extracellular miRNA by XRN1 exonuclease promotes transient epithelial-mesenchymal transition. Nucleic. Acids. Res. 2017 Apr 20. 45(7). 4131-4141. doi: 10.1093/nar/gkw1284.
  38. Zhao S., Liu M.F. Mechanisms of microRNA-mediated gene regulation. Sci. China Life Sci. 2009 Dec. 52(12). 1111-6. doi: 10.1007/s11427-009-0152-y.

Вернуться к номеру